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L'Escherichia coli (ETEC) enterotossigeno continua ad essere una delle cause principali di malattia e mortalità dei suinetti in sala parto e dei suinetti svezzati. I suini che sviluppano diarrea dopo lo svezzamento (diarrea post- svezzamento; DPS) che normalmente compare nei giorni 3-10 p.s. I ceppi ETEC che causano DPS possiedono vari fattori di virulenza:adesine ed enterotossine, ed entrambe sono essenziali per l'espressione clinica della DPS. Gli isolati di ETEC suina producono tutti le 5 adesine diverse, le quali sono tutte fimbrie (o pili): K88 (F4), K99 (F5), 987P (F6), F41 (F7) e F18. Le adesine fimbriali K88 e F18 possono avere modalità antigeniche distinte, la più frequente, la K88, include le varianti K88ab, K88ac e K88ad. Le adesine fimbriali si fissano ai recettori specifici al bordo dei pili degli enterociti dell'intestino piccolo, che permette ai batteri di colonizzare la superficie cellulare ed eliminare tossine. Le principali tossine prodotte dai ceppi ETEC che causano DPS sono termolabili (TL), le termostabili tipo A (STa), le termostabili tipo B (STb) e (o) l'enterotossina termostabile 1 enteroaggregativa per l'E. coli (EAST1). L'enterotossina Stx2e (tossina shiga), conosciuta anche come fattore della malattia degli edemi, causa le lesioni associate alla malattia degli edemi nei suini (vedere riassunto tabella 1).
Conviene considerare che la subunità B di LT (LTB) ha proprietà immunomodulanti che possono indurre la produzione di apoptosi (morte cellulare) delle cellule T CD8 positivi, attivazione delle cellule B e alterazione della secrezione di citochine dai monociti. Le proprietà adiuvanti delle LTB si evidenziarono in uno studio con suini svezzati che hanno dimostrato una maggior protezione nei confronti dell'ETEC DPS mediante un vaccino vivo di E. coli con geni per LTB e K88ac in comparazione con un ceppo isogenico senza il gene LTB. Il ceppo che aveva solo LTB non è riuscito a generare risposta immunitaria protettiva. In cambio, le tossine STa e STb sono molecole piccole e sono considerate di poco valore immunogenico: questi antigeni da soli non riescono ad indurre una risposta immunitaria anti-STa e anti-STb richieste per una protezione efficace nei confronti della DPS nei suini.
Tabella 1. Riassunto dei fattori di virulenza dell'ETEC associati a DPS (riprodotto da Zhang, 2014).
| I. Adesine | Riferimenti | |
| Adesine fimbriali | Morfologia (diametro) e subunità strutturale (kDa) | |
| K88 (F4) | Fibrillare (2,1 nm), FaeGa(27,6)/FaeCb(16,9) | Bakker et al., 1991 |
| K99 (F5) | Fibrillare (4,8 nm), FanCa(16,5)/FanFb(31,5) | Isaacson, 1977; Bakker et al., 1991 |
| 987P (F6) | Fimbriale (7,0 nm), FasAa(23,0)/FasFb(17,5)/FasGb(40) | Isaacson & Ritcher, 1981; Edwards et al., 1996 |
| F41 (F7) | Fibrillare (3,2 nm), Fim41aa(29,5) | deGraaf, 1982 |
| F18 (F107; 2134P; CFA8813) | Fibrillare (3-4 nm), FedAa(15,1)/FedFb(30,3) | Imberechts et al., 1996; Nagy et al., 1997 #17795; Smeds et al., 2001 |
| Adesine non fimbriali | ||
| AIDA-I | Proteina autotrasportante, AidA (79,5c) | Benz & Schmidt, 1992; Benz & Schmidt, 2001 |
| ppa | Proteina della membrana esterna, Paa (27,6) | Batisson et al., 2003 |
| EAE | Proteina della membrana esterna, EaeA (94-97) | Jerse & Krapper, 1991 |
| II. Tossine | Gene, proteina della tossina matura | |
| LT | eltAB, 1:5 AB olotossina (86 kDa) | Sixma et al., 1991; Streatfield, 1992 |
| STa | estA, peptide 18 aminoacidi (2kDa) | Dreyfus et al., 1983 |
| STb | estB, peptide 48 aminoacidi (5,1 kDa) | Lee et al., 1983; Dreyfus et al., 1992 |
| EAST1 | astA, peptide 38 aminoacidi (4,1 kDa) | Nataro et al., 1987 |
| Stx2e | stx2e, 1:5 AB toxin (70 kDa) | Pierard et al., 1991 |
a: subunità strutturale maggiore
b: subunità strutturale minore e/o della punta della fimbria
c: adesina AIDA-I si rileva come 100 kDa mediante SDS-PAGE
Non tutti i ceppi di ETEC possiedono la fimbria F4 e questo spiega, in parte, alcune diversità tra allevamenti con DPS. Tuttavia la vaccinazione delle scrofe in gravidanza porta alla produzione di anticorpi antigeni-specifici nel colostro e nel latte, che possono proteggere i suinetti prima dello svezzamento contro l'infezione da ETEC. Però allo svezzamento abbiamo la perdita degli anticorpi IgG del latte, che sembra contribuire ad una maggior sensibilità dei suini alle infezioni enteriche da E. coli dopo lo svezzamento e pertanto è necessaria una risposta immunitaria attiva delle mucose per avere la protezione. Di fatto, per produrre una risposta immunitaria delle mucose, che sia protettiva, è necessaria l'attivazione del sistema immunitario della mucosa dell'intestino piccolo, principalmente delle placche di Peyer del digiuno per provocare la risposta con IgA o IgM specifiche per gli antigeni F4. Tale come si osserva nella figura 1, indubbiamente, serve un certo tempo dopo lo svezzamento affinchè i livelli di IgA aumentino in risposta a qualsiasi sfida sanitaria.
Dovuto al fatto che i ceppi di ETEC sono la causa più comune ed importante della DPS, questi E. coli patogeni sono stati oggetto di studio per lo sviluppo di vaccini. Il vaccino nei confronti del DPS è stato sviluppato già da anni, tuttavia, come spiega Zhang (2014), è complicato produrre un vaccino redditizio contro la DPS. Le enterotossine determinano la virulenza della DPS, per cui devono esssere incluse come componenti,anche quando LT, STa e STb sono potenzialmente tossici e non possano essere utilizzati come antigeni sicuri,. Quindi un vaccino efficace nei confronti della DPS dovrebbe indurre immunità anti-adesine nei confronti delle fimbrie K88 e (o) F18 o anche l'immunità antossine almeno nei confronti dell'LT, STa e STb. Queste fimbrie e tossine sono eterogenee sia geneticamente, sia immunologicamente, allora l'immunità indotta da una fimbria o tossina protegge solamente contro i ceppi ETEC che abbiano la stessa fimbria o tossina, ma non dà reazione crociata contro altri ceppi di ETEC che non presentino le stesse fimbrie e tossine.
Figura 1. Concentrazioni di IgG e IgA (mg/dL) plasmatiche ai giorni 0, 4 e 11 dopo lo svezzamento. La concentrazione di IgA fu più elevata (P < 0,001) il giorno 11 rispetto ali giorni 0 o 4 dopo lo svezzamento [I suini furono svezzati il giorno 0 e esposti a E. coli F18 nei giorni 1, 2 e 3 dopo lo svezzamento. Il plasma è stato raccolto il giorno 0 prima dello spostamento dei suinetti nelle sale svezzamento] (Sugaharto et al., 2014).
Inoltre, i suini di origine genetiche diverse esprimono recettori differenti, che riconoscono e su cui aderiscono le fimbrie specifiche dei diversi ceppi di ETEC. L'immunizzazione orale dei suini con un vaccino fimbriale, determina, solo nei suini che presentino i recettori specifici per questa fimbria, la risposta immunitaria efficace. Ancora, un vaccino efficace nei confronti della DPS dovrebbe indurre immunità protettiva anti-adesina nei confronti delle fimbrie K88 e/o F18, ma anche immunità antitossine nei confronti di LT e ST. L'uso di un antigene tossoide di fusione multiepitope, MEFA, (che include anticorpi neutralizzanti nei confronti delle tossine) ha permesso l'inclusione potenziale di molteplici antigeni di adesione e di tossine in un unico prodotto per lo sviluppo di vaccini sicuri e di ampio spettro reale nei confronti della DPS, tuttavia, sono necessari ulteriori sperimentazioni prima della loro commercializzazione.
In pratica, per avere anticorpi acquisiti attivamente pronti al momento dello svezzamento, i suinetti dovrebbero essere immunizzati tra i 10 e 14 giorni prima dello svezzamento. Tuttavia, il livello richiesto di anticorpi materni passivi nei suinetti lattanti deve essere sufficientemente grande per proteggere contro la diarrea neonatale, però sufficientemente basso affinchè non comprometta l'induzione di anticorpi specifici nei confronti della DPS. La vaccinazione individuale dei suini o una immunizzazione orale al momento dello svezzamento (p.es., aggiungendo prodotti vaccinali nel mangime o nell'acqua da bere) sono opzioni mediante le quali si possono generare immunità.
